Un mécanisme épigénétique depuis plus

May 20, 2023

Molecular Psychiatry volume 27, pages 4893–4904 (2022)Citer cet article

6118 Accès

2 Citations

368 Altmétrique

Détails des métriques

Une correction à cet article a été publiée le 01 novembre 2022

Cet article a été mis à jour

La peur excessive est une caractéristique des troubles anxieux, une cause majeure de la charge de morbidité dans le monde. Des preuves substantielles soutiennent un rôle des circuits cortex-amygdale préfrontal dans la régulation de la peur et de l'anxiété, mais les mécanismes moléculaires qui régulent leur activité restent mal compris. Ici, nous montrons que la régulation à la baisse de l'histone méthyltransférase PRDM2 dans le cortex préfrontal dorsomédian améliore l'expression de la peur en modulant la consolidation de la mémoire de la peur. Nous montrons en outre que le knock-down de Prdm2 (KD) dans les neurones qui se projettent du cortex préfrontal dorsomédian à l'amygdale basolatérale (dmPFC-BLA) favorise l'expression accrue de la peur. Prdm2 KD dans le circuit dmPFC-BLA a également entraîné une expression accrue des gènes impliqués dans la synaptogenèse, ce qui suggère que Prdm2 KD module la consolidation de la peur conditionnée en modifiant la force synaptique au niveau des cibles de projection dmPFC-BLA. Conformément à une efficacité synaptique améliorée, nous avons constaté que dmPFC Prdm2 KD augmentait la probabilité de libération glutamatergique dans le BLA et augmentait l'activité des neurones BLA en réponse aux signaux associés à la peur. Ensemble, nos découvertes fournissent un nouveau mécanisme moléculaire pour les réponses de peur excessives, dans lequel PRDM2 module le circuit dmPFC -BLA par des changements transcriptomiques spécifiques.

La peur normale suscite des réponses adaptatives visant à échapper à des événements potentiellement mortels [1, 2]. En revanche, les réactions de peur excessives deviennent inadaptées et sont caractéristiques des troubles liés à la peur tels que le trouble de stress post-traumatique et plusieurs troubles anxieux [3]. La pathologie des processus de mémoire impliqués dans la peur apprise peut conduire à des réponses comportementales amplifiées qui ne parviennent pas à s'éteindre malgré l'absence d'une menace pertinente [4]. L'identification des circuits neuronaux et des mécanismes moléculaires sous-jacents à la mémoire de peur excessive peut identifier des voies moléculaires pouvant être ciblées par des traitements mécanistes.

La recherche utilisant le conditionnement de la peur a identifié des structures cérébrales impliquées dans le traitement de la mémoire de la peur [5, 6]. Parmi ceux-ci, le complexe amygdalien, comprenant l'amygdale centrale (CeA) et l'amygdale basolatérale (BLA), est essentiel pour le conditionnement pavlovien de la peur [7]. Le CeA est impliqué dans l'expression des réponses de peur conditionnées, tandis que le BLA agit comme un site primaire où les associations entre les stimuli conditionnés et inconditionnés sont formées et stockées [8]. L'amygdale est largement interconnectée avec le cortex préfrontal (PFC), une région cérébrale importante pour la régulation des émotions [9]. On pense également que le PFC, y compris le cortex préfrontal dorsomédian (dmPFC; cortex prélimbique et cingulaire) et le cortex préfrontal ventromédian (infralimbique), participe au traitement de la mémoire de la peur [10, 11]. En particulier, l'activation des projections du dmPFC vers le BLA a été associée à une régulation descendante de l'expression de la peur [12, 13, 14, 15]. Cependant, les mécanismes moléculaires qui régulent la modulation de la voie dmPFC -BLA du traitement de la mémoire de la peur doivent encore être pleinement compris.

De plus en plus de preuves indiquent un rôle des mécanismes épigénétiques dans la régulation des processus de mémoire de la peur [16, 17]. Les expériences passées, y compris les événements stressants, peuvent conduire à un "processus de reprogrammation" par le biais de modifications de l'expression des gènes. On pense que la régulation épigénétique est un mécanisme clé qui modifie la transcription et la traduction [18] d'une manière dépendante de l'expérience [19,20,21]. De larges dérégulations de l'expression génique médiées par des processus épigénétiques peuvent donc lier l'exposition au stress traumatique au développement de troubles liés au stress.

Nous avons précédemment constaté que la régulation à la baisse du domaine 2 contenant l'histone méthyltransférase PR (PRDM2), par des antécédents de dépendance à l'alcool, était associée à une augmentation des réponses au stress. PRDM2 favorise le silençage génique par l'ajout d'un groupe méthyle à l'histone H3 lysine 9 [22]. PRDM2 est fortement enrichi dans le cerveau et est exprimé sélectivement dans les neurones de la dmPFC, ce qui suggère un rôle de cette enzyme épigénétique dans la fonction neuronale [23]. En conséquence, nous avons constaté que le knock-down de Prdm2 (KD) dans le dmPFC potentialisait la rechute induite par le stress à la recherche d'alcool [23]. Une littérature croissante indique un lien entre la consommation excessive d'alcool et les troubles liés à la peur aux niveaux comportemental et neuronal [24, 25, 26, 27, 28]. Ici, nous avons donc émis l'hypothèse que le déficit en Prdm2 dans le dmPFC pourrait contribuer au développement de la peur pathologique en favorisant les changements d'expression génique dans les circuits cérébraux liés à la peur.

Pour tester cette hypothèse, nous avons renversé Prdm2 chez le rat dmPFC et évalué les effets sur l'acquisition, l'expression et l'extinction de la peur conditionnée. Compte tenu du rôle critique des projections de dmPFC sur la BLA dans la peur conditionnée [12, 13, 29, 30], nous avons ensuite utilisé une stratégie spécifique à la projection pour déterminer si Prdm2 KD régule la peur par cette voie neuronale. Nous avons ensuite utilisé la purification par affinité ribosomique de traduction virale (vTRAP) avec séquençage d'ARN à haut débit (RNAseq) pour identifier les conséquences moléculaires en aval de Prdm2 KD d'une manière spécifique au circuit. Parce que cette analyse a identifié une large régulation à la hausse des transcrits codant pour les protéines impliquées dans la régulation de l'activité synaptique, nous avons finalement étudié les effets de Prdm2 KD sur les entrées glutamatergiques de la BLA en utilisant des enregistrements patch-clamp dans des tranches d'amygdale et mesuré l'activité des neurones dmPFC-BLA pendant test de mémoire de peur avec photométrie in vivo sur fibre.

Des rats Wistar mâles adultes (200–225 g, Charles River, Allemagne) ont été logés sous un cycle de lumière inversée avec de la nourriture et de l'eau à volonté. Les procédures étaient conformes au Comité national pour la recherche animale en Suède et approuvées par le Comité local d'éthique pour le soin et l'utilisation des animaux à l'Université de Linköping.

Neuf lots de rats ont été utilisés dans cette étude (N = 268). Le groupement d'animaux a été attribué au hasard. Dans l'expérience 1 (n = 17 brouillés et 20 Prdm2 KD), les rats ont été testés pour l'acquisition, l'expression (après 24 h) et l'extinction de la mémoire de la peur. Dans l'expérience 2 (brouillé : n = 12 et Prdm2 KD n = 12), les rats ont été testés pour l'expression de la mémoire de la peur 1 semaine après le conditionnement ainsi que pour la généralisation du contexte et la sensibilité aux chocs du pied. Dans l'expérience 3 (n = 17 brouillés et 20 Prdm2 KD), nous avons reproduit l'effet de Prdm2 KD sur l'augmentation de l'expression de la peur 24 h après le conditionnement de la peur. Avant de subir le conditionnement de la peur, les rats ont été testés pour l'anxiété dans l'EPM et l'activité locomotrice. Les taux plasmatiques de corticostérone ont été mesurés au départ, après le conditionnement et après avoir testé l'expression de la mémoire de la peur. Une semaine après le test d'expression de la peur, les rats ont été euthanasiés et le dmPFC a été collecté pour l'analyse de l'expression génique. Dans l'expérience 4 (brouillé : n = 20 et Prdm2 KD n = 18), les rats ont été conditionnés au stimulus de peur 1 semaine avant le KD à médiation virale de Prdm2 et testés pour l'expression de la peur un mois après la chirurgie. Dans l'expérience 5 (brouillé : n = 12 et Prdm2 KD n = 12), les rats ont été testés pour la reconnaissance d'un nouvel objet. Dans l'expérience 6 (brouillée : n = 20 et Prdm2 KD n = 19), les effets de Prdm2 KD dans les neurones se projetant spécifiquement vers la BLA ont été étudiés sur l'expression de la mémoire de peur 24 h après le conditionnement. Dans l'expérience 7 (brouillés : n = 18 rats ; pools de 3 dmPFC et Prdm2 KD n = 18 rats ; pools de 3 dmPFC), nous avons utilisé vTRAP pour analyser l'expression génique suivant Prdm2 KD spécifiquement dans les neurones se projetant du dmPFC vers le BLA . Dans l'expérience 8 (brouillé : n = 14 cellules de 5 rats et Prdm2 KD n = 15 cellules de 6 rats), nous avons utilisé l'électrophysiologie ex vivo pour étudier les changements dans la libération de glutamate dans les neurones BLA après Prdm2 KD. Enfin, dans l'expérience 9 (brouillé : n = 9 et Prdm2 KD n = 13), nous avons utilisé la photométrie in vivo sur fibre pour étudier plus avant les conséquences de Prdm2 KD dans la BLA. Un aperçu des expériences menées dans cette étude est donné dans la Fig. S1 supplémentaire.

Pendant le conditionnement de la peur, les rats ont été conditionnés dans une chambre avec des signaux visuels et olfactifs spécifiques et exposés à six essais de chocs de pied de 2 s, 1 mA associés à une tonalité neutre de 30 s (2,9 kHz, 80 dB ; intervalle entre les essais : 3 min ; Med Associates Inc., St Albans, VT, États-Unis). Les rats ont été testés pour l'expression de la mémoire de la peur dans une chambre avec différents signaux visuels et olfactifs et exposés à des tonalités de 6 × 30 s (voir les méthodes supplémentaires pour plus de détails). L'extinction a été étudiée en répétant le test d'expression de la peur pendant deux jours supplémentaires. L'expression de la peur a été mesurée en % de temps passé à geler pendant le ton de 30 s par deux expérimentateurs entraînés ignorant l'identité du groupe du rat au moment de la notation. L'expression et l'extinction de la mémoire de la peur sont présentées comme une moyenne du bloc 1 (tonalités 1 et 2) pendant les sessions de test chaque jour, car une extinction peut être observée au cours de la session.

Les objets ont été construits sur mesure et rendus interactifs (grimpables) pour augmenter le temps d'exploration et l'acquisition de la mémoire, car la nouvelle reconnaissance d'objets est normalement utilisée pour étudier la mémoire à court terme [31] (Fig. S3 supplémentaire). Les rats ont eu 10 min pour se familiariser avec deux copies de l'objet A ou de l'objet B. Le jour suivant, ils ont été testés pour la reconnaissance d'un nouvel objet pendant 5 min en remplaçant l'un des objets familiers par un nouveau. Les données sont présentées sous la forme d'un indice de reconnaissance, défini comme suit : temps passé à explorer un nouvel objet/(temps passé à explorer un roman + un objet familier).

Le comportement de type anxiété basale a été mesuré à l'aide du paradigme du labyrinthe surélevé (EPM) tel que décrit précédemment [32, 33]. Les données sont représentées en % de temps dans le bras ouvert, c'est-à-dire temps dans le bras ouvert/(temps dans le bras ouvert + temps passé dans le bras fermé) *100.

L'activité locomotrice a été testée pendant 30 min sous des niveaux de lumière ambiante (190–210 lux) dans des chambres insonorisées (43 × 43 cm) équipées d'un système de détection de faisceau infrarouge (Med Associates Inc.). Les données sont présentées sous forme de distance cumulée parcourue par intervalles de 5 minutes.

Les seuils de sensibilité aux chocs du pied ont été testés dans des boîtes Med Associates. Les rats ont été exposés à des chocs de pied de 0,5 s par incréments de 0,1 mA, à partir de 0,1 mA, et la rétraction de 1, 2 et 4 pattes a été notée par un observateur aveugle.

Des rats ont reçu des perfusions bilatérales dans le dmPFC (0,25 µl/perfusion ; débit : 0,1 µl/min ; antéropostérieur : +3 mm, médiolatéral : ±0,6 mm, dorsoventral : −3,5 mm [34] d'un virus adéno-associé (AAV) contenant un ARN en épingle à cheveux court ciblant Prdm2 (AAV9.HI.shR.ratPrdm2.CMV.ZsGreen.SV40 ; GGAGCCAAGTCCTTGTAAAT ; titre : 5,6E13 GC/mL ; UPenn Core Facility, Philadelphie, PA) ou un contrôle brouillé (AAV9.HI.shR. luc.CMV.ZsGreen.SV40 ; titre : 9,2E13 GC/mL ; UPenn Core Facility, PA).

Des rats ont reçu des perfusions bilatérales dans le dmPFC (0,25 µl/injection ; débit : 0,1 µl/min ; coordonnées : antéropostérieure : +3 mm, médiolatérale : ±0,6 mm, dorsoventrale : −3,5 mm [34] d'un AAV contenant un Cre-dépendant microARN ciblant Prdm2 (AAV9.hSyn.DIO.-mcherry.miR.Prdm2.WPRE ; GGAGCCAAGTCCTTGTAAAT ; titre : 3,24E13 GC/ml ; UPenn Core Facility, PA) ou un contrôle brouillé (AAV9.HI.shR.luc.CMV. ZsGreen.SV40).Les rats ont également reçu des perfusions bilatérales d'un AAV transporté de manière rétrograde codant pour Cre (0,5 µl/infusion ; débit : 0,1 µl/min ; AAV-retro2-hSyn1-EGFP_iCre-WPRE-hGHp(A) ; titre : 7,8 × 10E12 GC/mL ; Addgene, Watertown, MA) dans la BLA (antéropostérieure : −2,4 mm, médiolatérale : ±5 mm, dorsoventrale : −8,4 mm [34]).

Les rats ont reçu des perfusions bilatérales dans le dmPFC d'un vecteur AAV contenant un shRNA ciblant Prdm2 ou un contrôle brouillé comme décrit ci-dessus. Les rats ont également reçu une perfusion unilatérale d'un AAV codant pour GcaMP6s (0,5 µl/infusion ; débit : 0,1 µl/min ; AAV9.CaMKII.GcaMP6s.WPRE.SV40 ; titre : 2,1E13 GC/mL ; Addgene, Watertown, MA) dans la BLA (antéropostérieur : −2,4 mm, médiolatéral : ±5 mm, dorsoventral : −8,4 mm). Suite aux infusions vectorielles, une fibre optique borosilicatée 0,66 NA de 400 µm attachée à un réceptacle en titane M3 (Lentilles Doriques, Québec, Canada) a été implantée dorsalement au BLA (antéropostérieur : −2,4 mm, médiolatéral : ±5 mm, dorsoventral : −8,5mm). Le réceptacle a été fixé au crâne avec une combinaison de vis crâniennes, de superglue et d'acrylique dentaire Ortho-Jet noir (Riss-Dental, Hanau, Allemagne).

Les rats ont été habitués à être connectés à un cordon de raccordement en fibre pendant plusieurs jours avant la séance de conditionnement de la peur. L'expression indicée de la mémoire de la peur a de nouveau été évaluée 24 h après le conditionnement, et la fluorescence émise par les GCaMP6 en tant que proxy de l'activité calcique a été mesurée pendant toute la session en utilisant des méthodes décrites précédemment [35,36,37], avec des modifications mineures. En bref, les GCaMP6 ont été excités à deux longueurs d'onde (465 nm, signal dépendant du calcium et contrôle isobestique à 405 nm) par la lumière provenant de deux LED modulées de manière sinusoïdale (330 Hz et 210 Hz pour 465 et 405 nm, respectivement), réfléchies par dichroïque miroirs (minicube de fluorescence à 4 ports ; lentilles doriques) et couplés à un cordon de raccordement à fibre optique de 400 μm 0,57 NA qui, à son tour, était connecté à l'implant de fibre. L'intensité lumineuse pour les deux longueurs d'onde a été ajustée à 10–15 µW à l'extrémité du cordon de raccordement. Les signaux émis des deux canaux sont ensuite renvoyés par la même fibre optique et ont été acquis à 6,1 kHz à l'aide d'un photocapteur intégré au minicube de fluorescence, démodulés (amplification verrouillée) et numérisés à 1017,3 kHz, et enregistrés par un processeur de signal en temps réel ( RZ5D ; Tucker Davis Technologies, Alachua, Floride, États-Unis). Les horodatages comportementaux du début et du décalage de la tonalité (CS +) ont été numérisés par une entrée TTL dans le processeur de signal en temps réel des chambres comportementales Med-Associates.

Pour une analyse hors ligne plus approfondie, seuls les rats avec un placement correct des fibres et l'expression de GcaMP directement sous la pointe de la fibre (inspection post-mortem) ainsi qu'une activité calcique observable (inspection visuelle des traces de session entières) ont été inclus. Cette analyse a été effectuée à l'aide d'une interface utilisateur graphique (GUI) personnalisée basée sur des scripts Python. Les signaux bruts de 465 nm et 405 nm ont d'abord été sous-échantillonnés (50 ×) et lissés (filtre à moyenne mobile à phase zéro avec une taille de fenêtre de 10 échantillons). Ensuite, des histogrammes péri-événement ont été créés essai par essai avec une fenêtre de temps englobant -30 s et 40 s autour de l'apparition de la tonalité. Enfin, les données ont été déformées pour supprimer les artefacts de mouvement, de photo-blanchiment et de flexion des fibres. Par essai, les signaux des deux canaux ont été ajustés indépendamment à une courbe temporelle en utilisant une régression polynomiale linéaire pour générer un signal prédit pour les deux canaux. La soustraction du signal prédit du signal brut mesuré a donné un ∆F pour chaque canal, qui a ensuite été normalisé par division par le signal prédit du canal, ce qui a donné ∆F/F. Les signaux sans tendance des canaux 465 nm et 405 nm ont ensuite été soustraits l'un de l'autre pour calculer un signal fluorescent GCaMP dépendant du calcium normalisé (% ∆F/F).

Pour identifier les mécanismes moléculaires en aval de Prdm2 KD, en particulier dans les neurones se projetant du dmPFC vers le BLA, nous avons utilisé la méthode vTRAP de purification ribosomique de traduction virale. Dans cette méthode, une construction codant pour une sous-unité ribosomique (L10a) étiquetée par protéine fluorescente verte améliorée (EGFP) est sélectivement exprimée dans les populations neuronales d'intérêt, en utilisant par exemple le système Cre/lox. La sous-unité marquée EGFP est ensuite incorporée dans les ribosomes des cellules transfectées. Ces ribosomes marqués, ainsi que l'ARN de traduction qui leur est lié, peuvent ensuite être isolés par immunoprécipitation et soumis à une analyse de l'expression génique à l'aide de RNAseq. Le principal avantage de l'utilisation de TRAP est que l'ARNm associé aux ribosomes est en cours de traduction. La traduction se produit après que de nombreux événements régulateurs de l'expression génique ont déjà eu lieu, et la traduction de l'ARNm sera donc plus étroitement corrélée aux niveaux de protéines [38].

Les rats ont reçu des infusions bilatérales dans le dmPFC d'un cocktail viral avec 1: 4 parties d'un AAV9 contenant un shRNA ciblant Prdm2, ou un contrôle brouillé, et 3: 4 parties d'un AAV5 codant pour une sous-unité ribosomale EGFP-dépendante de Cre ( EGFP-L10a ; AAV5-FLEX-EGFPL10a ; titre : 7 × 10¹² vg/mL). Les rats ont également reçu des perfusions bilatérales de l'AAV2-retro encodant Cre (0,5 µl/infusion ; AAV-retro/2-hSyn1-mCherry_iCre-WPRE-hGHp(A) ; titre : 5,0 × 10E12 vg/mL) dans la BLA (antéropostérieure : −2,4 mm, médiolatéral : ±5 mm, dorsoventral : −8,4 mm) [34]. L'isolement des neurones projetant dmPFC-BLA a été réalisé comme décrit précédemment [39]. En bref, le dmPFC a été disséqué et les échantillons ont été homogénéisés dans un tampon de lyse (HEPES-KOH 10 mM ; pH 7,4, KCl 150 mM, MgCl2 5 mM, DTT 0,5 mM, cycloheximide 100 mg/mL, RNasin ; Promega et SUPERase-In™ , Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, États-Unis ; inhibiteurs de RNase et inhibiteurs de protéase sans EDTA complet, Roche, Bâle, Suisse). Les échantillons ont subi trois étapes de centrifugation au cours desquelles 10 % de NP-40 et 300 mM de DHPC ont été ajoutés au surnageant après la 1ère et la 2ème centrifugation, respectivement. L'immunoprécipitation du polysome a été réalisée à l'aide d'anticorps monoclonaux anti-EGFP (Memorial Sloan-Kettering Monoclonal Antibody Facility ; noms de clone : Htz-GFP-19F7 et Htz-GFP-19C8) liés à la streptavidine enrobée de protéine L biotinylée (Pierce ; Thermo Fisher Scientific) -billes magnétiques conjuguées (Life Technologies). L'ARN a ensuite été purifié à l'aide du kit Absolutely RNA Nanoprep (Agilent Technologies, Santa Clara, CA, USA). La concentration et l'intégrité de l'ARN ont été mesurées à l'aide du test bioanalyseur RNA 6000 Pico (concentration d'ARN : ∼990 pg/µl, RIN 9,5–10) et envoyées à la National Genomics Infrastructure (NGI, Suède) pour RNAseq.

Les échantillons ont été séquencés sur NovaSeq6000 (NovaSeq Control Software 1.7.0/RTA v3.4.4; Illumina, Inc., San Diego, CA, USA) avec un 151nt(Read1)-10nt(Index1)-10nt(Index2)-151nt(Read2 ) configuration à l'aide du flux de travail « NovaSeqXp » dans la cellule de débit en mode « S4 ». La conversion Bcl vers FastQ a été effectuée à l'aide de bcl2fastq_v2.20.0.422 de la suite logicielle CASAVA. L'échelle de qualité utilisée est Illumina 1.8.

La qualité des données de séquençage a été évaluée à l'aide de FastQC et Preseq. Le rognage et le rognage de qualité pour supprimer les séquences d'adaptateurs ont été effectués avec TrimGalore ! et Cutadapt en mode de coupe appariée et avec un score Phred de qualité seuil de 20. Le logiciel d'alignement STAR a été utilisé pour aligner les lectures de séquençage coupées sur le génome de rat de référence Ensembl Rnor_6.0 avec les données d'annotation associées. La qualité de l'alignement a été évaluée à l'aide de Qualimap et la cartographie des lectures alignées sur les caractéristiques génomiques a été réalisée avec featureCounts. Les résultats ont été résumés à l'aide de MultiQC.

Des analyses en aval ont été réalisées avec le langage de programmation R et Rstudio. La normalisation de la variance et de la taille de la bibliothèque des données de comptage a été effectuée en appliquant une transformation de stabilisation de la variance (VST) avant l'analyse en composantes principales. L'analyse différentielle de l'expression génique a été réalisée avec le package R DESeq2. Une valeur de p ajustée pour le taux de fausses découvertes inférieure à 0,05 a été utilisée comme seuil de signification statistique.

Nous avons utilisé le logiciel Ingenuity Pathway Analysis (IPA; Agilent Technologies) pour identifier les gènes interconnectés dans une voie. La base de données qui prend en charge IPA contient plus de 7 millions de résultats et est continuellement mise à jour. L'algorithme utilisé par IPA permet d'identifier des gènes enrichis dans une voie donnée. Il fournit également des prédictions d'activation/inhibition de voie, indiquant ainsi si les changements d'expression génique identifiés peuvent conduire à l'activation ou à l'inhibition d'une voie spécifique. Pour explorer davantage les modèles sous-jacents de nos données RNA-seq, nous avons effectué une analyse pondérée du réseau de co-expression génique (WGCNA), en utilisant le package WGCNA R avec des paramètres par défaut. Grâce à cette approche, un réseau de co-expression génique pondéré a été construit sur la base des données de comptage de lecture normalisées VST. Des modules de gènes interconnectés et hautement co-exprimés ont été identifiés en utilisant une taille de module minimale de 30 gènes, et des modules avec des profils d'expression similaires (corrélation > 0,75) ont été fusionnés. L'analyse de l'expression différentielle a été réalisée en ajustant un modèle linéaire aux données à l'aide du package limma dans R, en comparant les profils d'expression de chaque module entre Prdm2 KD et les échantillons de contrôle brouillés. Les gènes du module ont été analysés pour l'enrichissement fonctionnel sur la base des données de la base de connaissances Gene Ontology, à l'aide du package R clusterProfiler.

Après l'achèvement des expériences 3 et 6, les cerveaux ont été prélevés et congelés instantanément. Des coupes de cerveau de 12 µm ont été prélevées au niveau du dmPFC et conservées à -80 °C jusqu'à utilisation. L'hybridation in situ a été réalisée en suivant le manuel d'utilisation du kit RNAscope Fluorescent Multiplex (Advanced Cell Diagnostics, Newark, CA) et comme décrit précédemment [23]. La sonde Prdm2 (numéro d'accès NM_001077648.1) a été achetée chez Advanced Cell Diagnostics (Newark, CA, USA). En bref, les sections ont été incubées à 40 ° C avec une série de 4 sondes conçues pour amplifier les transcrits à un point où ils peuvent être quantifiés individuellement. Cela inclut la sonde cible Prdm2, une sonde préamplificatrice, une sonde amplificatrice et la sonde marquée par fluorescence Atto 550 (rouge) dans le canal C1 pour visualiser les transcrits Prdm2. Les microphotographies pour la quantification ont été obtenues à l'aide d'un microscope confocal à un grossissement de 20 × (Zeiss LSM 700; Carl Zeiss AG, Jena, Allemagne). Les niveaux d'ARNm de Prdm2 ont été évalués en tant que pixels totaux du signal fluorescent. Nous avons supposé que chaque pixel représente une seule molécule d'ARNm. Le nombre total de pixels positifs à Prdm2 a été mesuré après ajustement automatique du seuil à l'aide du logiciel ImageJ (National Institutes of Health, Bethesda, MD, États-Unis) [40].

Les cerveaux ont été rapidement prélevés et placés dans une solution de coupe à base de N-méthyl-D-glucamine (NMDG) glacée contenant (en mM) : 92 NMDG, 20 HEPES, 25 glucose, 30 NaHCO3, 1,2 NaH2PO4, 2,5 KCl, 5 ascorbate de sodium, 3 pyruvate de sodium, 2 thiourée, 10 MgSO4 et 0,5 CaCl2 (310 mOsm, pH 7,4). Des tranches de cerveau coronales aiguës (250 μm d'épaisseur) contenant soit le PFC, soit le BLA ont été obtenues à l'aide d'un vibratome (Leica VT1200 S, Leica Biosystems Inc., IL, USA). Après la coupe, les tranches ont été transférées dans une chambre de maintien remplie d'une solution de maintien préchauffée (∼34 °C) contenant (en mM) : 92 NaCl, 20 HEPES, 25 glucose, 30 NaHCO3, 1,2 NaH2PO4, 2,5 KCl, 5 sodium ascorbate, 3 pyruvate de sodium, 2 thiourée, 1 MgSO4 et 2 CaCl2 (310 mOsm, pH 7,4). Par la suite, la solution de maintien a été maintenue à température ambiante et après > 1 h de récupération, une seule tranche a été transférée dans la chambre d'enregistrement et perfusée en continu à un débit de ∼2,0 ml/min avec réchauffé (∼30–32 °C) liquide céphalo-rachidien artificiel (aCSF, en mM) : 125 NaCl, 2,5 KCl, 1,25 NaH2PO4, 1 MgCl2, 11 glucose, 26 NaHCO3, 2,4 CaCl2 (310 mOsm, pH 7,4). Toutes les solutions étaient saturées avec 95 % d'O2 et 5 % de CO2. Les EPSC spontanés (sEPSC) ont été enregistrés à l'aide de pipettes en verre borosilicaté (2,5–3,0 MΩ; Harvard Apparatus, MA, USA) contenant (en mM): 135 K-gluconate, 20 KCl, 10 HEPES, 0,1 EGTA, 2 MgCl2, 2 Mg -ATP, 0,3 Na-GTP (290 mOsm, pH ajusté à 7,3 à l'aide de KOH). Les EPSC évoqués (eEPSC) ont été enregistrés à l'aide d'une solution intracellulaire à base de Cs contenant (en mM) : 140 Cs-méthanesulfonate, 5 NaCl, 1 MgCl, 10 HEPES, 0,2 EGTA, 2 Mg-ATP, 0,5 Na-GTP, 5 QX- Chlorure 314 (290 mOsm, pH ajusté à 7,3 avec CsOH). Le rapport d'impulsions appariées a été analysé comme le rapport entre eEPSC2 et eEPSC1 (0, 05 Hz, intervalle entre les impulsions de 50 ms, durée du stimulus de 50 μs). L'inverse du carré du coefficient de variation (1/CV2) a été mesuré comme le rapport entre le carré de l'amplitude moyenne et la variance (μ2/σ2) de 20 eEPSC consécutifs (0,05 Hz). Le rapport variance-moyenne (VMR) a été mesuré comme la variance divisée par l'amplitude moyenne (σ2/μ) de 20 eEPSC consécutifs (0,05 Hz). Le rapport AMPA / NMDA a été mesuré en divisant l'amplitude maximale du courant médié par AMPAR (mesuré à -70 mV) par la composante dépendante du NMDAR (mesurée à + 40 mV, 50 ms après le début de l'eEPSC) en l'absence de bloqueurs des récepteurs glutamatergiques. Tous les enregistrements ont été réalisés en mode voltage-clamp avec un potentiel de maintien de -70 mV et en présence des bloqueurs des GABAR picrotoxine (100 μM) et CGP55845 (2 μM). Le potentiel de jonction estimé était de 11 mV pour le K-Gluc et de 8,5 mV pour la solution intracellulaire à base de Cs et n'a pas été compensé lors des enregistrements électrophysiologiques. Les résultats ont été analysés à l'aide des tests de Mann-Whitney, et tous les réactifs et médicaments ont été obtenus auprès de Thermo Fisher Scientific.

Les données comportementales et de photométrie des fibres ont été analysées à l'aide de Statistica 13.0 (TIBCO Software, Palo Alto, CA, USA) et des graphiques produits à l'aide de Prism 9.1.2 (Graphpad Software LLC., San Diego, CA, USA). La normalité a été vérifiée à l'aide du test de Shapiro-Wilk. Les données de réponse calcique maximale ont dû être transformées en log pour se conformer à la distribution normale avant l'analyse. L'homogénéité de la variance a été évaluée à l'aide du test de Levene. Les données n'ont pas violé l'hypothèse d'homogénéité et ont donc été analysées à l'aide d'un test t de Student non apparié, d'une ANOVA unidirectionnelle ou d'une ANOVA à mesures répétées bidirectionnelles, selon le cas. Le niveau de signification accepté pour tous les tests était p < 0,05. Les données sont présentées sous forme de moyennes ± SEM, sauf indication contraire. L'analyse des données de séquençage d'ARN et l'enregistrement électrophysiologique sont décrits ci-dessus. La taille de l'échantillon pour chaque expérience était basée sur la variation observée dans des expériences antérieures similaires et des études pilotes. Les rats avec injection virale/fibre optique qui se trouvaient en dehors de la zone ciblée ont été retirés de l'étude.

Pour évaluer si Prdm2 KD affecte les processus de mémoire de peur, les rats ont reçu des micro-infusions bilatérales d'un AAV qui exprimait un shARN ciblant Prdm2 ou un shARN brouillé dans le dmPFC (Fig. 1A). Prdm2 KD a entraîné une diminution d'environ 50 % de l'expression de Prdm2 dans le dmPFC (Fig. 1C, D ; ANOVA à un facteur : F(1,17) < 0,001, brouillé : n = 9 et Prdm2 KD n = 10). Les rats ont été testés pour l'acquisition, l'expression et l'extinction de la mémoire de la peur 1 mois après l'infusion virale (Fig. 1E). Nous avons constaté que Prdm2 KD dans le dmPFC n'affectait pas l'acquisition de la mémoire de la peur (Fig. 1F), mais augmentait significativement l'expression de la mémoire de la peur 24 h après la séance de conditionnement, telle que mesurée par une réponse de gel évoquée par le ton améliorée (Fig. 2G, H ; ANOVA à un facteur : F(1,35) = 11,55 ; p = 0,002 ; brouillé : n = 17 et Prdm2 KD n = 20).

Une analyse représentative des tuiles du site d'injection du virus et de sa propagation. B, C Images représentatives utilisées pour la quantification RNAscope. D KD de Prdm2 induit une régulation négative significative de Prdm2 dans le dmPFC. E Chronologie expérimentale : le jour 1, les rats ont reçu une perfusion bilatérale d'un AAV9 contenant soit un shRNA-Prdm2, soit un contrôle brouillé. Les rats ont ensuite été testés pour l'acquisition de la peur (jour 31), l'expression de la peur (jour 32) et l'extinction de la peur (jour 33-34). F KD de Prdm2 n'a pas affecté l'acquisition de la mémoire de la peur (l'acquisition de la mémoire de la peur est présentée comme une moyenne de tons 2 à 6 pendant la séance de conditionnement), mais G a significativement augmenté l'expression de la peur 24 h après le conditionnement (indiqué par le % de gel ± SEM ; N = 17–20/groupe). H Moyenne des 2 premiers tons du test d'expression de la peur. I Prdm2 KD n'a pas affecté le taux d'extinction, indiqué par l'interaction pour le temps x groupe non significative (c'est-à-dire, des pentes similaires). J Dans un lot séparé (N = 12/groupe), il a été constaté que Prdm2 KD augmentait l'expression de la peur également 1 semaine après le conditionnement. K Lorsque Prdm2 a été renversé 1 semaine après l'acquisition de la mémoire de la peur (N = 18–20/groupe), aucun effet n'a été observé sur l'expression de la peur mesurée 1 mois plus tard. *p < 0,05 ; **p < 0,01 ; p < 0,001.

Prdm2 KD n'affecte pas la sensibilité aux chocs (A), l'activité locomotrice (B), la reconnaissance d'un nouvel objet (C) et l'anxiété basale (D).

Ensuite, l'extinction de la mémoire a été évaluée en réexposant les animaux au test d'expression, 48 h et 72 h après la séance de conditionnement. L'ANOVA à mesures répétées bidirectionnelles a montré un effet significatif du temps (F (2, 70) = 64, 2; P <0, 001), indiquant une extinction robuste, et un effet significatif du groupe sur la réponse de congélation évoquée par le signal (Fig. 1I; F (1,70) = 9,64 ; p = 0,003). Cependant, les pentes des fonctions d'extinction étaient parallèles, ce qui se traduisait par une interaction temps × groupe non significative (F(2,70) = 1,58 ; p = 0,21). Ainsi, le taux d'extinction n'a pas été modifié par Prdm2 KD. Bien que le taux d'extinction n'ait pas été affecté, une augmentation de l'expression de la peur a également été observée après 3 jours de séances d'extinction de la peur chez les rats avec dmPFC Prdm2 KD par rapport aux témoins brouillés (F(1,35) = 4,10 ; P = 0,05). Cela suggère un effet persistant de Prdm2 KD sur l'expression de la mémoire de la peur. Nous avons ensuite testé l'expression de la mémoire de peur à un moment ultérieur, 1 semaine après l'acquisition, pour évaluer l'effet à long terme de Prdm2 KD. Nous avons constaté que Prdm2 KD augmentait significativement le pourcentage de temps passé à congeler également à ce moment (Fig. 1J ; ANOVA unidirectionnelle : F(1,22) = 5,11 ; p <0,05 ; brouillé : n = 12 et Prdm2 KD n = 12), démontrant un effet durable de Prdm2 KD. Collectivement, ces données établissent une régulation à la hausse des réponses de peur conditionnées après Prdm2 KD, avec une évolution temporelle compatible avec une reprogrammation épigénétique du transcriptome.

Prdm2 KD a spécifiquement augmenté l'expression de la peur sans influencer l'acquisition de la peur (Fig. 1), indiquant que PRDM2 n'affecte pas les processus d'apprentissage associatif qui lient le stimulus inconditionné (c'est-à-dire le choc du pied) au stimulus conditionné (c'est-à-dire le tonus). Prdm2 KD peut améliorer l'expression de la peur en modulant les processus impliqués dans la consolidation de la mémoire ou le rappel de la mémoire. Pour répondre à cette question, l'AAV contenant du shRNA contre Prdm2 a été infusé dans le dmPFC une semaine après le conditionnement de la peur. Compte tenu du temps nécessaire au shRNA pour réduire de manière stable l'expression de Prdm2, la plupart des processus de consolidation s'étaient alors formés dans le dmPFC [13, 41]. Dans ces conditions, nous n'avons observé aucune différence entre les rats Prdm2 KD et les témoins brouillés (Fig. 1K; brouillés : n = 20 et Prdm2 KD n = 18), ce qui suggère que Prdm2 KD dans le dmPFC entraîne une augmentation persistante de l'expression de la peur via des effets. sur la consolidation de la mémoire plutôt que sur le rappel de la mémoire.

Nous n'avons observé aucun effet de Prdm2 KD sur la sensibilité aux chocs du pied et l'activité locomotrice suggérant un effet spécifique de Prdm2 KD sur l'expression de la peur (Fig. 2A, B ; brouillé : n = 20 et Prdm2 KD n = 20). Nous avons également testé si Prdm2 KD affecte d'autres types de mémoire, en effectuant une nouvelle tâche de reconnaissance d'objet et n'avons trouvé aucun effet de Prdm2 KD dans l'indice de reconnaissance (Fig. 2C ; brouillé : n = 12 et Prdm2 KD n = 12). L'effet de Prdm2 KD sur le comportement anxieux a également été testé. Nous avons observé une tendance à la diminution du pourcentage de temps de bras ouvert chez les rats Prdm2 KD. Cependant, cela n'était pas significatif, ce qui suggère que Prdm2 n'affecte pas de manière robuste les comportements anxieux innés (Fig. 2D ; brouillé : n = 20 et Prdm2 KD n = 20).

Les projections dmPFC-BLA sont impliquées dans la médiation de l'expression de la peur [12, 13]. Nous avons donc émis l'hypothèse que Prdm2 KD pourrait augmenter l'expression de la peur en modulant l'activité des neurones projetant dmPFC-BLA. Pour répondre à cette hypothèse, nous avons d'abord étudié si un KD sélectif de Prdm2 dans les neurones projetant dmPFC-BLA était suffisant pour augmenter l'expression de la peur. Nous avons utilisé une approche à double vecteur, dans laquelle un Cre codant pour l'AAV transporté de manière rétrograde a été injecté dans le BLA, et un microARN Prdm2 dépendant du Cre codant pour l'AAV a été infusé dans le dmPFC (Fig. 3A, B) [42]. Semblable à ce que nous avons observé avec un Prdm2 KD dans dmPFC qui n'était pas spécifique à la projection, Prdm2 KD dans des neurones projetant dmPFC-BLA n'a pas affecté l'acquisition de la peur conditionnée (Fig. 3C) mais a augmenté de manière significative l'expression de la mémoire de la peur 24 h après acquisition (Fig. 3D ; ANOVA unidirectionnelle : F(1,37) = 4,56 ; p < 0,05 ; brouillé : n = 20 et Prdm2 KD n = 19). Aucune différence n'a été observée dans l'activité locomotrice ou le comportement anxieux dans les groupes Prdm2 KD dmPFC-BLA par rapport aux témoins brouillés (Fig. 4A. B supplémentaires, respectivement). Une tendance à un pourcentage réduit de temps passé dans le bras ouvert a été observée dans le groupe dmPFC-BLA Prdm2 KD, similaire à celle observée dans le groupe dmPFC Prdm2 KD.

Un schéma représentant l'approche virale double. Analyses de carreaux B montrant la propagation virale dans le dmPFC et le BLA et des images représentatives montrant des neurones dmPFC infectés par AAV9-DIO-shRNA-PRDM2-ZS vert (vert), des neurones dmPFC infectés par rAAV2 rétro Cre-mCherry (rouge) et des neurones dmPFC montrant co-infection de AAV9-DIO-shRNA-PRDM2-ZS vert et rAAV2 rétro Cre-mCherry (jaune ; barre d'échelle, 50 µm). C KD de Prdm2 dans les neurones faisant saillie du dmPFC vers le BLA n'a pas affecté l'acquisition de la peur mesurée en % de congélation ± SEM. D Prdm2 KD dans dmPFC-BLA était suffisant pour augmenter l'expression de la peur 24 h après le conditionnement (N = 19–20). *p < 0,05. Amygdale basolatérale BLA, cortex préfrontal dorsomédian dmPFC.

Pour identifier les cibles moléculaires en aval par lesquelles Prdm2 KD régule la consolidation de la mémoire de peur accrue par dmPFC-BLA, nous avons séquencé le translatome de neurones dmPFC-BLA à l'aide d'une stratégie vTRAP (Fig. 4A, B; brouillé: n = 18 rats; pools de 3 dmPFC et Prdm2 KD n = 18 rats ; pools de 3 dmPFC) [39].

Prdm2 KD dans les neurones dmPFC-BLA régule les gènes impliqués dans la synaptogenèse. Un schéma représentant l'approche triple virale utilisée pour l'expérience vTRAP. B Scans de carreaux montrant la propagation virale dans le dmPFC et le BLA ainsi que les neurones dmPFC présentant des cellules infectées par AAV5-FLEX-EGFPL10a (vert), des cellules infectées par rAAV2 rétro Cre-mCherry (rouge) et des cellules montrant une co-infection d'AAV5 -FLEX-EGFPL10a et rAAV2 rétro Cre-mCherry (jaune). C Analyse en composantes principales montrant la séparation des échantillons Prdm2 KD et du contrôle brouillé en grappes distinctes. D Volcano Plot illustrant les gènes les plus significativement modifiés après Prdm2 KD. E Dendrogramme de clustering hiérarchique regroupant des gènes interconnectés et fortement co-exprimés. Les cartes de couleurs sous le dendrogramme correspondent à des modules de gènes co-exprimés. Top colormap : premiers modules identifiés. Palette de couleurs du bas : modules après fusion de modules avec des profils d'expression similaires. F Analyse d'expression différentielle pour chaque module de co-expression, comparant Prdm2 KD avec le contrôle brouillé. La ligne pointillée horizontale rouge indique un niveau de signification de la valeur p corrigée par FDR de 0,05. G Boxplot comparant le profil d'expression génique du module "MEblue" entre les conditions. KD : Prdm2 KD, SCR : contrôle de brouillage. Test statistique : test t bilatéral non apparié. H Enrichissement de l'ontologie des gènes pour les gènes dans le module "MEblue". I Analyse du réseau de gènes réalisée à l'aide d'IPA. Prdm2 KD augmente l'expression des gènes qui codent pour la famille des récepteurs de la cadhérine, de la neurexine/neuroligine et de l'éphrine/éphrine ainsi que pour les protéines appartenant au complexe SNARE. J Expression différentielle et niveau de signification pour certains gènes liés à la synaptogenèse. La ligne pointillée verticale dans le graphique à barres indique un niveau de signification de la valeur p corrigée par FDR de 0,05. Amygdale basolatérale BLA, cortex préfrontal dorsomédian dmPFC.

Nous avons constaté que Prdm2 KD était suffisant pour modifier le profil de traduction des neurones dmPFC-BLA (Fig. 4C, D). À l'aide de vTRAP-RNAseq, nous avons séquencé 22 091 gènes et découvert que Prdm2 KD modulait l'expression de 3 603 d'entre eux (tableau supplémentaire 1 : 1 877 régulés positivement et 1 726 régulés négativement). Comme prévu, Prdm2 KD a diminué l'expression de Prdm2 (tableau supplémentaire 1 : adj p = 3,33E-23) dans les neurones dmPFC-BLA. L'analyse WCNA a identifié un total de 32 modules de co-expression de gènes hautement corrélés, qui ont ensuite été fusionnés en 28 modules distincts (Fig. 4E). Parmi ces 28 modules, le plus grand nommé "MEblue" a montré une expression différentielle significative entre Prdm2 KD et le contrôle brouillé (Fig. 4F, G). Ce module a montré l'enrichissement des processus biologiques tels que l'organisation des synapses et la régulation du potentiel membranaire (Fig. 4H). Nous avons également utilisé l'IPA pour regrouper les gènes en fonction de leur fonction. Nous avons constaté que Prdm2 KD dans les neurones dmPFC-BLA modulait l'expression de gènes associés au conditionnement de la peur, à l'anxiété, au comportement émotionnel et à la mémoire (tableau supplémentaire 2). Conformément à l'analyse WCNA, le réseau de gènes le plus important identifié par l'IPA comprenait des modifications de l'expression génique associées à l'activation de la synaptogenèse (Fig. 4I). Ce réseau était composé de gènes appartenant aux familles de l'éphrine, de la neuroligine et de la neurexine, ainsi que de gènes associés à SNARE (par exemple, les synaptotagmines, Fig. 4I, J). Ces familles de gènes sont connues pour contribuer à la neurotransmission et à la formation de la mémoire [43,44,45].

La reprogrammation traductionnelle identifiée par notre analyse RNAseq a indiqué la possibilité que Prdm2 KD module la consolidation de la peur conditionnée en modifiant la libération synaptique de glutamate au niveau des cibles de projection dmPFC-BLA. Pour examiner cette possibilité, nous avons réalisé des expériences d'électrophysiologie en tranches. Nous avons d'abord évalué les effets de dmPFC Prdm2 KD sur les propriétés synaptiques basales de BLA en mesurant les sEPSC, enregistrés à partir de neurones principaux putatifs de BLA chez des témoins brouillés et des rats Prdm2 KD (Fig. 5A). Les rats Prdm2 KD ont montré une augmentation de la fréquence des sEPSC par rapport aux témoins brouillés (Fig. 5B, C ; brouillé : 3,74 ± 0,45 Hz, n = 14 ; Prmd2 KD : 5,63 ± 0,70 Hz, n = 15 ; t(27) = 2,24, p < 0,05, test t non apparié). En revanche, les rats Prdm2 KD n'ont pas montré de différences significatives dans l'amplitude (Fig. 5D ; brouillé : 10,45 ± 0,41 pA, n = 14 ; Prmd2 KD : 10,71 ± 0,61 pA, n = 15 ; t(27) = 0,35, p = 0,73 ; test t non apparié) et cinétique (temps de montée : brouillé : 2,16 ± 0,07 ms, n = 14 ; Prmd2 KD : 2,15 ± 0,06 ms, n = 15 ; t(27) = 0,08 p = 0,94, test t non apparié ; Temps de décroissance : brouillé : 10,93 ± 0,51 ms, n = 14 ; Prmd2 KD : 10,43 ± 0,31 ms, n = 15 ; t(27) = 0,85 p = 0,40, test t non apparié ; données non présentées) des sEPSC. Ces données suggèrent que Prdm2 KD dans le dmPFC a augmenté la libération de glutamate sur les neurones principaux de BLA.

Une image représentative montrant l'expression virale (AAV9.HI.shR.ratPrdm2.CMV.ZsGreen.SV40) dans les terminaux dmPFC ciblant la BLA. B Traces de sEPSC représentatives enregistrées à partir de neurones principaux putatifs BLA (PN) chez des rats brouillés ou Prdm2 KD. Barres d'échelle : 50 pA × 500 ms. Distributions cumulatives et graphiques à barres montrant la fréquence (C) et l'amplitude (D) des sEPSC enregistrées à partir de PN BLA putatifs chez des rats brouillés ou Prdm2 KD. E Représentation schématique des sites d'enregistrement et d'électrodes de stimulation pour les enregistrements (e)EPSC évoqués. F Traces eEPSC représentatives évoquées par des stimulations électriques appariées enregistrées à partir de PN BLA putatifs chez des rats brouillés ou Prdm2 KD. Barres d'échelle : 50 pA × 25 ms. G Graphiques à barres montrant les valeurs moyennes de PPR enregistrées à partir de PN BLA putatifs chez des rats brouillés ou Prdm2 KD. Graphiques à barres montrant les valeurs moyennes de 1/CV2 (H) et VMR (I) des eEPSC enregistrées à partir de rats Scrambled ou Prdm2 KD (N = 5–6/groupe). *p < 0,05. J Schéma représentant l'approche de photométrie par fibre (en haut) et une image représentative (en bas) montrant la fibre optique implantée visant le BLA et l'expression de deux virus, AAV9.HI.shR.ratPrdm2.CMV.ZsGreen.SV40 dans les terminaux dmPFC ciblant le BLA ainsi que AAV9.CaMKII.GCaMP6s.WPRE.SV40 dans les neurones glutamatergiques BLA. K Traces montrant un signal fluorescent GCaMP dépendant du calcium normalisé (moyenne ± SEM) dans les neurones BLA de rats Scrambled ou Prdm2 KD, moyennés sur les 2 premiers tons du test d'expression de la peur. La durée de la tonalité est indiquée par la case grise ombragée. Graphiques à barres montrant un signal GCaMP normalisé de crête plus grand en réponse à l'apparition de la tonalité (L) et à l'augmentation de la zone sous la courbe (AUC) du signal GCaMP normalisé pendant les 5 s précédant la tonalité et les 5 premières s de la présentation de la tonalité (M) dans Rats Prdm2 KD comparés aux rats témoins Scrambled. Amygdale basolatérale BLA, amygdale centrale CeA, cortex préfrontal dorsomédian dmPFC, amygdale latérale LA, variance VMR au rapport moyen, sEPSCs courants post-synaptiques excitateurs spontanés.

Pour déterminer si Prdm2 KD affecte la probabilité de libération, nous avons comparé le rapport d'impulsions appariées (PPR) des eEPSC électriquement enregistrés à partir de neurones principaux BLA putatifs de témoins brouillés et de rats Prdm2 KD (Fig. 5E, F). Conformément à une probabilité de libération accrue des entrées glutamatergiques BLA, nous avons observé un PPR inférieur chez les rats Prdm2 KD par rapport aux témoins brouillés (Fig. 5G ; brouillé : 1,39 ± 0,13, n = 19 ; Prdm2 KD : 1,02 ± 0,07, n = 16 ; p < 0,05, test de Mann Whitney). De plus, pour fournir une mesure indépendante des changements de probabilité de libération, nous avons analysé les altérations induites par Prdm2 KD sur l'inverse du carré du coefficient de variation (1/CV2) et le VMR des eEPSCs [46]. Nous avons constaté que les rats Prdm2 KD présentent une valeur significativement plus élevée de 1/CV2 (Fig. 5H ; Scrambled : 18,14 ± 4,62, n = 19 ; Prmd2 KD : 36,46 ± 8,08, n = 16 ; p < 0,05, test de Mann Whitney). et une valeur inférieure presque significative de VMR (Fig. 5I ; brouillé : 17,04 ± 3,90, n = 19 ; Prmd2 KD : 7,91 ± 1,69, n = 16 ; p = 0,08, test de Mann Whitney). Bien que des changements simultanés dans le nombre de sites de libération de vésicules fonctionnelles ne puissent être exclus, ces données semblent cohérentes avec les résultats de la PPR, suggérant en outre une probabilité de libération accrue des entrées glutamatergiques dans la BLA après dmPFC Prdm2 KD. Enfin, nous avons mesuré le rapport AMPA/NMDA pour déterminer si Prdm2 KD pouvait également modifier l'expression fonctionnelle relative des récepteurs glutamatergiques BLA AMPA et NMDA. Prdm2 KD n'a pas modifié le rapport AMPA/NMDA (Fig. 5 supplémentaire ; brouillé : 2,97 ± 0,60, n = 12 ; Prmd2 KD : 2,76 ± 0,33, n = 12 ; p = 0,86, test de Mann Whitney), indiquant l'absence de remodelage postsynaptique dans les synapses glutamatergiques convergeant vers la BLA en réponse à Prdm2 KD.

Nos données comportementales et électrophysiologiques suggèrent que Prdm2 KD pourrait potentialiser l'expression de la peur conditionnée indicée en augmentant la réactivité des neurones pyramidaux BLA aux signaux associés à la peur. Pour tester cette hypothèse, nous avons utilisé la photométrie des fibres pour mesurer l'activité neuronale BLA lors de l'expression de la mémoire de peur (brouillé : n = 9 et Prdm2 KD n = 13). Un vecteur AAV codant pour le capteur de calcium fluorescent GCaMP6 sous le contrôle du promoteur CaMKII a été injecté unilatéralement dans le BLA de rats Prdm2 KD et de contrôles brouillés, suivi de l'implantation d'une fibre optique (Fig. 5J). Les rats ont subi une séance de conditionnement de la peur et ont été testés 24 h plus tard pour l'expression induite par le signal de la peur conditionnée, comme auparavant, et l'activité du calcium dans la BLA a été mesurée pendant la séance de test. Confirmant notre hypothèse, des changements plus importants dans la fluorescence du GCaMP ont été observés au cours des deux premières présentations du ton associé à la peur chez les rats Prdm2 KD par rapport aux témoins brouillés (Fig. 5K). Cet effet a été observé à la fois lors de la mesure du signal GCaMP normalisé de pointe en réponse à l'apparition du son (Fig. 5L ; t(20) = 2,37, p = 0,03) ainsi que lors du calcul de l'aire sous la courbe (AUC) du signal GCaMP normalisé. pendant les 5 s précédant le ton et les 5 premières s de présentation du ton (Fig. 5M ; effet traitement : F(1,20) = 5,28 ; p = 0,03).

Nous rapportons un rôle mécaniste de l'enzyme épigénétique PRDM2 dans la modulation de la consolidation de la mémoire de la peur par la régulation de la voie neuronale dmPFC-BLA. Nous montrons qu'une expression de peur accrue après Prdm2 KD peut résulter d'une expression accrue de gènes impliqués dans la libération de neurotransmetteurs, conduisant à une activité accrue des neurones projetant dmPFC-BLA glutamatergiques pendant le rappel de mémoire de peur. Collectivement, nos découvertes fournissent un nouveau mécanisme moléculaire par lequel la projection dmPFC-BLA peut favoriser une réaction de peur excessive et durable.

Des preuves substantielles soutiennent un rôle des circuits cortex-amygdale préfrontal dans la régulation de la peur et de l'anxiété [12,13,14]. Des études d'imagerie fonctionnelle chez l'homme montrent une connectivité fonctionnelle accrue entre le dmPFC/cortex cingulaire antérieur (ACC) et l'amygdale lors du traitement des menaces chez les individus sains [47]. Chez les personnes souffrant de troubles anxieux généralisés ou sociaux, les patients présentant les symptômes les plus sévères présentent également la connectivité dmPFC/ACC-amygdale la plus élevée, ce qui suggère que ce circuit n'est pas seulement impliqué dans les réponses adaptatives mais aussi inadaptées au stress [48]. Conformément au rôle de la voie dmPFC/ACC-amygdale dans les réponses adaptatives au stress, la recherche animale montre que l'expression de la peur repose de manière critique sur l'activation de la voie dmPFC-BLA [11]. La peur conditionnée induite renforce les synapses excitatrices dmPFC dans le BLA [12], et le silence optogénétique des terminaux dmPFC dans le BLA diminue à la fois l'expression de la peur et l'évitement actif [13, 49].

Nos résultats sont cohérents avec ces observations et fournissent un mécanisme moléculaire potentiel expliquant comment des réponses de peur inadaptées peuvent survenir. Nous montrons que Prdm2 KD dans la voie dmPFC-BLA est suffisante pour potentialiser l'expression de la peur conditionnée. Nous avons également constaté que Prdm2 KD induit des changements profonds dans le profil traductionnel des neurones dmPFC-BLA et favorise une neurotransmission glutamatergique accrue dans la BLA. Plus précisément, Prdm2 KD a modifié le profil traductionnel de 100 gènes impliqués dans la synaptogenèse, suggérant que PRDM2 joue un rôle important dans la régulation des fonctions synaptiques. Prdm2 KD a augmenté l'expression des gènes codant pour le complexe SNARE (synaptotagmines et syntaxines) et les canaux calciques de type N. De plus, Prdm2 KD a augmenté l'expression de gènes appartenant aux familles de protéines d'adhésion cellulaire (neurexines, neuroligines, éphrines) qui sont connues pour jouer un rôle important dans la transmission synaptique et la plasticité synaptique [44, 45, 50]. Il est important de noter que dans l'approche vTRAP, seuls les ARNm associés aux ribosomes (c'est-à-dire en cours de traduction) sont séquencés. La traduction des ARNm est donc plus étroitement corrélée aux niveaux de protéines, ce qui rend les changements dans la traduction de l'ARNm après Prdm2 KD plus susceptibles d'avoir un impact fonctionnel sur l'activité neuronale et, par conséquent, de craindre les processus de mémoire. Nos résultats translatomiques indiquent fortement que Prdm2 KD facilite la libération de neurotransmetteurs en augmentant l'expression de gènes qui contrôlent la fusion des vésicules synaptiques. Cette hypothèse est étayée par nos enregistrements patch-clamp qui indiquent une probabilité accrue de libération de neurotransmetteurs dans les entrées glutamatergiques de la BLA chez les rats Prdm2 KD par rapport aux témoins brouillés. De plus, les rats Prdm2 KD ont montré une activité neuronale accrue dans la BLA pendant l'expression de la peur, ce qui suggère que Prdm2 KD peut améliorer l'expression de la peur grâce à une efficacité synaptique accrue des neurones projetant dmPFC-BLA.

Nos données indiquent également que Prdm2 KD potentialise l'expression de la peur en augmentant la consolidation de la mémoire de la peur, un processus par lequel les souvenirs nouvellement acquis se stabilisent pour former la mémoire à long terme [51]. La force d'une consolidation de la mémoire peut influencer la variation individuelle des réactions de peur. Par exemple, la "consolidation excessive" d'un souvenir associé à un traumatisme peut induire une réponse plus forte et rendre un individu plus enclin à développer une anxiété pathologique liée au traumatisme [52, 53]. Conformément au rôle de Prdm2 dans la consolidation de la mémoire de la peur, plusieurs gènes modulés par Prdm2 KD, notamment le facteur neurotrophique dérivé du cerveau et le gène Cyclic AMP-Responsive Element-Binding Protein 1, se sont avérés associés à la consolidation de la mémoire de la peur [54 ,55,56,57]. De plus, une étude récente de Chen et al. [58] ont montré que la consolidation de la mémoire de peur est associée à une expression accrue des gènes qui codent pour les protéines du complexe SNARE, et pour plusieurs neuroligines et neurexines. Dans ce qui pourrait être assimilé à un mécanisme d'amorçage, l'expression accrue de ces gènes avant l'exposition à la peur peut contribuer à une surconsolidation ultérieure des souvenirs de peur. Étant donné qu'une exposition prolongée du cerveau à l'alcool régule à la baisse l'expression de Prdm2 dans le dmPFC [23], nos résultats fournissent également un mécanisme candidat pour une vulnérabilité accrue à la surconsolidation pathologique des souvenirs de peur chez les personnes souffrant de troubles liés à la consommation d'alcool, ce qui est cohérent avec le co élevé. -morbidité de la consommation excessive d'alcool et du SSPT [59].

En conclusion, nous proposons un nouveau mécanisme pour une consolidation accrue de la mémoire de la peur, dans lequel une diminution de l'expression de Prdm2 dans les neurones projetant dmPFC-BLA entraîne des changements translatomiques qui favorisent une efficacité synaptique accrue dans le BLA et une augmentation des réponses neuronales dmPFC-BLA aux signaux associés au stress. Cette étude fournit également le premier ensemble de preuves d'un rôle de PRDM2 dans les troubles liés au stress. Enfin, compte tenu de nos découvertes antérieures selon lesquelles la dépendance à l'alcool régule à la baisse l'expression de dmPFC PRDM2 [23], nous proposons un mécanisme candidat pour la comorbidité étendue de la consommation d'alcool et des troubles anxieux.

Une correction à cet article a été publiée : https://doi.org/10.1038/s41380-022-01827-w

Ohman A. Affrontez la bête et craignez le visage: les peurs animales et sociales comme prototypes pour les analyses évolutives de l'émotion. Psychophysiologie. 1986;23:123–45.

CAS PubMed Google Scholar

Epstein S. La nature de l'anxiété en mettant l'accent sur sa relation avec l'attente. Vol. 2 : Nouveau 'Vbrk : Academic Press ; 1972.

Craske MG, Stein MB, Eley TC, Milad MR, Holmes A, Rapee RM, et al. Troubles anxieux. Nat Rev Dis Prim. 2017;3:17024.

Google Scholar PubMed

Lissek S, van Meurs B. Modèles d'apprentissage du SSPT : comptes rendus théoriques et preuves psychobiologiques. Int J Psychophysiol. 2015;98:594–605.

Google Scholar PubMed

LeDoux J.E. Circuits émotionnels dans le cerveau. Annu Rev Neurosci. 2000;23:155–84.

CAS PubMed Google Scholar

Ciocchi S, Herry C, Grenier F, Wolff SB, Letzkus JJ, Vlachos I, et al. Encodage de la peur conditionnée dans les circuits inhibiteurs de l'amygdale centrale. Nature. 2010 ;468 : 277–82.

CAS PubMed Google Scholar

Davis M, Whalen PJ. L'amygdale : vigilance et émotion. Mol Psychiatrie. 2001;6:13–34.

CAS PubMed Google Scholar

Burgos-Robles A, Kimchi EY, Izadmehr EM, Porzenheim MJ, Ramos-Guasp WA, Nieh EH, et al. Les entrées de l'amygdale dans le cortex préfrontal guident le comportement au milieu d'indices contradictoires de récompense et de punition. Nat Neurosci. 2017;20:824–35.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Damasio H, Grabowski T, Frank R, Galaburda AM, Damasio AR. Le retour de Phineas Gage : indices sur le cerveau du crâne d'un patient célèbre. Science. 1994;264:1102–5.

CAS PubMed Google Scholar

Gilmartin MR, Balderston NL, Helmstetter FJ. Régulation corticale préfrontale de l'apprentissage de la peur. Tendances Neurosci. 2014;37:455–64.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Sierra-Mercado D, Padilla-Coreano N, Quirk GJ. Rôles dissociables des cortex prélimbique et infralimbique, de l'hippocampe ventral et de l'amygdale basolatérale dans l'expression et l'extinction de la peur conditionnée. Neuropsychopharmacologie. 2011;36:529–38.

Google Scholar PubMed

Arruda-Carvalho M, Clem RL. Ajustement sélectif de la voie de transmission préfrontale-amygdale pendant l'encodage de la peur. J Neurosci. 2014;34:15601–9.

PubMed PubMed Central Google Scholar

Do-Monte FH, Quinones-Laracuente K, Quirk GJ. Un décalage temporel dans les circuits médiatisant la récupération de la mémoire de la peur. Nature. 2015 ;519 : 460–3.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kim MJ, Loucks RA, Palmer AL, Brown AC, Solomon KM, Marchante AN, et al. La connectivité structurelle et fonctionnelle de l'amygdale : de l'émotion normale à l'anxiété pathologique. Behav Brain Res. 2011;223:403–10.

PubMed PubMed Central Google Scholar

Descalzi G, Li XY, Chen T, Mercaldo V, Koga K, Zhuo M. La potentialisation synaptique rapide dans le cortex cingulaire antérieur médiatise l'apprentissage de la peur des traces. Mol Cerveau. 2012;5:6.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zovkic IB, Sweatt JD. Mécanismes épigénétiques dans la peur apprise : implications pour le SSPT. Neuropsychopharmacologie. 2013;38:77–93.

CAS PubMed Google Scholar

Monsey MS, Ota KT, Akingbade IF, Hong ES, Schafe GE. Les altérations épigénétiques sont essentielles pour la consolidation de la mémoire de la peur et la plasticité synaptique dans l'amygdale latérale. PLoS One. 2011;6:e19958.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Jhang J, Lee H, Kang MS, Lee HS, Park H, Han JH. Le cortex cingulaire antérieur et son entrée dans l'amygdale basolatérale contrôlent la réaction de peur innée. Nat Commun. 2018;9:2744.

PubMed PubMed Central Google Scholar

Weaver IC, Cervoni N, Champagne FA, D'Alessio AC, Sharma S, Seckl JR, et al. Programmation épigénétique par le comportement maternel. Nat Neurosci. 2004;7:847–54.

CAS PubMed Google Scholar

Murgatroyd C, Spengler D. Épigénétique du développement de la petite enfance. Psychiatrie frontale. 2011;2:16.

PubMed PubMed Central Google Scholar

Borrelli E, Nestler EJ, Allis CD, Sassone-Corsi P. Décodage du langage épigénétique de la plasticité neuronale. Neurone. 2008;60:961–74.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Sorrentino A, Rienzo M, Ciccodicola A, Casamassimi A, Abbondanza C. Human PRDM2 : structure, fonction et physiopathologie. Biochim Biophys Acta Gene Regul Mech. 2018;18:657–671.

Google Scholar

Barbier E, Johnstone AL, Khomtchouk BB, Tapocik JD, Pitcairn C, Rehman F, et al. Augmentation induite par la dépendance de l'auto-administration d'alcool et de la consommation compulsive médiée par l'histone méthyltransférase PRDM2. Mol Psychiatrie. 2017;22:1746–58.

CAS PubMed Google Scholar

Scarlata MJ, Lee SH, Lee D, Kandigian SE, Hiller AJ, Dishart JG, et al. La stimulation chimiogénétique du cortex sous-limbique inverse la surgénéralisation de la mémoire de peur induite par l'alcool. Sci Rep. 2019;9:6730.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Burns L, Teesson M. Troubles liés à la consommation d'alcool comorbides avec l'anxiété, la dépression et les troubles liés à la consommation de drogues. Résultats de l'Enquête nationale australienne sur la santé mentale et le bien-être. Dépendance à l'alcool. 2002;68:299–307.

Google Scholar PubMed

Hasin DS, Stinson FS, Ogburn E, Grant BF. Prévalence, corrélats, incapacité et comorbidité de l'abus et de la dépendance à l'alcool du DSM-IV aux États-Unis : résultats de l'enquête épidémiologique nationale sur l'alcool et les affections apparentées. Arch Gen Psychiatrie. 2007 ;64 : 830–42.

Google Scholar PubMed

Heilig M, Barbier E, Johnstone AL, Tapocik J, Meinhardt MW, Pfarr S, et al. Reprogrammation du transcriptome mPFC et fonction dans la dépendance à l'alcool. Gènes Brain Behav. 2017;16:86–100.

CAS PubMed Google Scholar

Park J, Wood J, Bondi C, Del Arco A, Moghaddam B. L'anxiété évoque l'hypofrontalité et perturbe l'encodage pertinent pour les règles par les neurones du cortex préfrontal dorsomédian. J Neurosci. 2016;36:3322–35.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Rozeske RR, Jercog D, Karalis N, Chaudun F, Khoder S, Girard D, et al. Les neurones préfrontaux-périaqueductaux à projection grise interviennent dans la discrimination contextuelle de la peur. Neurone. 2018;97:898–910 et 896.

CAS PubMed Google Scholar

Sewards TV, Sewards MA. La peur et la domination du pouvoir motivent la motivation : les représentations neuronales et les voies médiant les entrées sensorielles et mnémoniques, et les sorties vers les structures prémotrices. Neurosci Biobehav Rev. 2002;26:553–79.

Google Scholar PubMed

Antunes M, Biala G. La nouvelle mémoire de reconnaissance d'objets : neurobiologie, procédure de test et ses modifications. Processus Cognitif. 2012;13:93–110.

CAS PubMed Google Scholar

Pellow S, Chopin P, File SE, Briley M. Validation des entrées de bras ouverts: fermés dans un labyrinthe en plus surélevé comme mesure de l'anxiété chez le rat. Méthodes de J Neurosci. 1985;14:149–67.

CAS PubMed Google Scholar

Domi E, Barbier E, Augier E, Augier G, Gehlert D, Barchiesi R, et al. Évaluation préclinique de l'antagoniste des récepteurs kappa-opioïdes CERC-501 en tant que candidat thérapeutique pour les troubles liés à la consommation d'alcool. Neuropsychopharmacologie. 2018;43:1805–12.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Paxinos GWC. Le cerveau de rat en coordonnées stéréotaxiques, vol. 6e éd. Waltham, MA : presse académique ; 2007.

Lerner TN, Shilyansky C, Davidson TJ, Evans KE, Beier KT, Zalocusky KA, et al. Les analyses du cerveau intact révèlent des informations distinctes portées par les sous-circuits de dopamine SNc. Cellule. 2015;162:635–47.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Barker DJ, Miranda-Barrientos J, Zhang S, Root DH, Wang HL, Liu B, et al. Contrôle préoptique latéral de l'habénule latérale par transmission convergente du glutamate et du GABA. Cell Rep. 2017;21:1757–69.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Braunscheidel KM, Okas MP, Hoffman M, Mulholland PJ, Floresco SB, Woodward JJ. Le toluène inhalé abusé altère l'activité du cortex préfrontal médial et la prise de décision risque / récompense lors d'une tâche d'actualisation probabiliste. J Neurosci. 2019;39:9207–20.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Heiman M, Kulicke R, Fenster RJ, Greengard P, Heintz N. Purification d'ARNm spécifique au type de cellule en traduisant la purification par affinité ribosomale (TRAP). Protocole Nat. 2014;9:1282–91.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Nectow AR, Moya MV, Ekstrand MI, Mousa A, McGuire KL, Sferrazza CE, et al. Profilage moléculaire rapide de types cellulaires définis à l'aide de TRAP viral. Cell Rep. 2017;19:655–67.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Rubio FJ, Liu QR, Li X, Cruz FC, Leao RM, Warren BL, et al. Le rétablissement induit par le contexte de la recherche de méthamphétamine est associé à des altérations moléculaires uniques dans les neurones du striatum dorsolatéral exprimant Fos. J Neurosci. 2015;35:5625–39.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Johansen JP, Cain CK, Ostroff LE, LeDoux JE. Mécanismes moléculaires de l'apprentissage de la peur et de la mémoire. Cellule. 2011;147:509–24.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Barbier E, Barchiesi R, Domi A, Chanthongdee K, Domi E, Augier G, et al. La régulation à la baisse de la synaptotagmine 1 dans le cortex prélimbique entraîne des comportements associés à l'alcool chez les rats. Biol Psychiatrie. 2021;89:398–406.

CAS PubMed Google Scholar

Chen F, Chen H, Chen Y, Wei W, Sun Y, Zhang L, et al. Dysfonctionnement du complexe SNARE dans les troubles neurologiques et psychiatriques. Pharmacol Res. 2021;165:105469.

CAS PubMed Google Scholar

TC Sudhof. Les neuroligines et les neurexines relient la fonction synaptique aux maladies cognitives. Nature. 2008 ;455 : 903–11.

PubMed PubMed Central Google Scholar

Dines M, Lamprecht R. Le rôle des ephs et des éphrines dans la formation de la mémoire. Int J Neuropsychopharmacol. 2016;19:1–14.

van Huijstee AN, Kessels HW. Analyse de la variance comme outil pour prédire le mécanisme sous-jacent à la plasticité synaptique. Méthodes de J Neurosci. 2020;331:108526.

Google Scholar PubMed

Robinson OJ, Charney DR, Overstreet C, Vytal K, Grillon C. Le biais de menace adaptatif dans l'anxiété : couplage du cortex préfrontal amygdale-dorsomédian et amplification aversive. Neuroimage. 2012;60:523–9.

Google Scholar PubMed

Robinson OJ, Krimsky M, Lieberman L, Allen P, Vytal K, Grillon C. Vers une compréhension mécaniste de l'anxiété pathologique : le circuit « d'amplification aversive » dorsale médiale préfrontale-amygdale dans les troubles anxieux généralisés et sociaux non médicamenteux. Lancet Psychiatrie. 2014;1:294–302.

PubMed PubMed Central Google Scholar

Choi DC, Gourley SL, Ressler KJ. La signalisation prélimbique BDNF et TrkB régule la consolidation de l'apprentissage émotionnel appétitif et aversif. Transl Psychiatrie. 2012;2:e205.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Missler M, Zhang W, Rohlmann A, Kattenstroth G, Hammer RE, Gottmann K, et al. Les alpha-neurexines couplent les canaux Ca2+ à l'exocytose des vésicules synaptiques. Nature. 2003;423:939–48.

CAS PubMed Google Scholar

Alberini CM, Milekic MH, Tronel S. Mécanismes de stabilisation et de déstabilisation de la mémoire. Cell Mol Life Sci. 2006;63:999–1008.

CAS PubMed Google Scholar

Morrison FG, Ressler KJ. De la neurobiologie de l'extinction aux traitements cliniques améliorés. Déprime l'anxiété. 2014;31:279–90.

Google Scholar PubMed

Kindt M. Une perspective des neurosciences comportementales sur l'étiologie et le traitement des troubles anxieux. Behav Res Ther. 2014;62:24–36.

Google Scholar PubMed

Choi DC, Maguschak KA, Ye K, Jang SW, Myers KM, Ressler KJ. Le BDNF cortical prélimbique est requis pour la mémoire de la peur apprise, mais pas pour l'extinction ou la peur innée. Proc Natl Acad Sci USA. 2010;107:2675–80.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Rao-Ruiz P, Couey JJ, Marcelo IM, Bouwkamp CG, Slump DE, Matos MR, et al. Profilage transcriptome spécifique à l'engramme de la consolidation de la mémoire contextuelle. Nat Commun. 2019;10:2232.

PubMed PubMed Central Google Scholar

Lubin FD, Roth TL, Sweatt JD. Régulation épigénétique de la transcription du gène BDNF dans la consolidation de la mémoire de la peur. J Neurosci. 2008;28:10576–86.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Matos MR, Visser E, Kramvis I, van der Loo RJ, Gebuis T, Zalm R, et al. La force de la mémoire est à l'origine de l'implication d'un engramme de peur cortical CREB-dépendant dans la mémoire à distance. Nat Commun. 2019;10:2315.

PubMed PubMed Central Google Scholar

Chen MB, Jiang X, Quake SR, Sudhof TC. Les programmes transcriptionnels persistants sont associés à la mémoire à distance. Nature. 2020 ;587 : 437–42.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kessler RC, Nelson CB, McGonagle KA, Edlund MJ, Frank RG, Leaf PJ. L'épidémiologie des troubles addictifs et mentaux concomitants : implications pour la prévention et l'utilisation des services. Am J Orthopsychiatrie. 1996;66:17–31.

CAS PubMed Google Scholar

Télécharger les références

Nous remercions le Dr K. Meletis pour son aide concernant l'expérience vTRAP. Nous remercions le Dr V. Loitto et l'unité centrale de microscopie de la faculté de médecine de l'université de Linköping pour leur assistance technique. Nous remercions l'installation centrale NGI Stockholm - SciLifeLab pour avoir effectué la préparation de la bibliothèque et le séquençage de l'ARN. Ce travail a été financé par le Conseil suédois de la recherche (subvention n ° 2013-07434), la région d'Östergotland, Stiftelsen Psykiatriska Forskningsfonden, la Fondation Wallenberg et la subvention Knut och Alice Wallenberg Stiftelse. CC est boursier en médecine moléculaire Wallenberg et reçoit un généreux soutien financier de la Fondation Knut et Alice Wallenberg. Les auteurs ne signalent aucun intérêt financier biomédical ou conflit d'intérêts potentiel.

Financement en libre accès fourni par l'Université de Linköping.

Ces auteurs ont contribué à parts égales : Riccardo Barchiesi, Kanat Chanthongdee.

Centre de neurosciences sociales et affectives, Département des sciences biomédicales et cliniques, Université de Linköping, S-581 85, Linköping, Suède

Riccardo Barchiesi, Kanat Chanthongdee, Michele Petrella, Li Xu, Esi Domi, Gaelle Augier, Andrea Coppola, Joost Wiskerke, Ilona Szczot, Eric Augier, Markus Heilig & Estelle Barbier

Département de physiologie, Faculté de médecine Hôpital Siriraj, Université Mahidol, Bangkok, Thaïlande

Kanat Chanthongdee

Centre Wallenberg de médecine moléculaire, Université de Linköping, Linköping, Suède

Simon Söderholm & Claudio Cantù

Département des sciences biomédicales et cliniques, Division de médecine moléculaire et de virologie ; Faculté de médecine et des sciences de la santé, Université de Linköping, Linköping, Suède

Simon Söderholm & Claudio Cantù

Unité de biologie de la toxicomanie, Département de psychiatrie et de neurochimie, Institut des neurosciences et de la physiologie, Académie Sahlgrenska, Université de Göteborg, Göteborg, Suède

Ana Domi et Louise Adermark

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

Vous pouvez également rechercher cet auteur dans PubMed Google Scholar

EB et MH ont conceptualisé et conçu les études. EB a conçu et supervisé des expériences, analysé et interprété les résultats. RB, KC, EB, EA et GA ont réalisé les expériences comportementales. RB, KC, CA et EB ont effectué l'analyse moléculaire. EB, ED, RB, LX et MP ont effectué des interventions chirurgicales. MP, AD, LA ont effectué un enregistrement et une analyse électrophysiologiques. SS et CC ont effectué l'analyse bioinformatique des données de séquençage de l'ARN. JW et IS ont analysé les données de photométrie des fibres. EB, RB et MH ont rédigé le manuscrit. Tous les auteurs ont lu et approuvé le manuscrit.

Correspondance à Estelle Barbier.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Note de l'éditeur Springer Nature reste neutre en ce qui concerne les revendications juridictionnelles dans les cartes publiées et les affiliations institutionnelles.

La version originale en ligne de cet article a été révisée : Dans la version originale de cet article, les prénoms et noms de famille de Riccardo Barchiesi, Kanat Chanthongdee, Michele Petrella, Li Xu, Simon Söderholm, Esi Domi, Gaelle Augier, Andrea Coppola, Joost Wiskerke , Ilona Szczot, Ana Domi, Louise Adermark, Eric Augier, Claudio Cantù, Markus Heilig, Estelle Barbier étaient mal structurés. Les noms s'affichaient correctement dans toutes les versions au moment de la publication. L'article d'origine a été corrigé.

Libre accès Cet article est sous licence Creative Commons Attribution 4.0 International, qui permet l'utilisation, le partage, l'adaptation, la distribution et la reproduction sur n'importe quel support ou format, à condition que vous accordiez le crédit approprié à l'auteur ou aux auteurs originaux et à la source, fournissez un lien vers la licence Creative Commons et indiquez si des modifications ont été apportées. Les images ou tout autre matériel tiers dans cet article sont inclus dans la licence Creative Commons de l'article, sauf indication contraire dans une ligne de crédit au matériel. Si le matériel n'est pas inclus dans la licence Creative Commons de l'article et que votre utilisation prévue n'est pas autorisée par la réglementation légale ou dépasse l'utilisation autorisée, vous devrez obtenir l'autorisation directement du détenteur des droits d'auteur. Pour voir une copie de cette licence, visitez http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Réimpressions et autorisations

Barchiesi, R., Chanthongdee, K., Petrella, M. et al. Un mécanisme épigénétique de sur-consolidation des souvenirs de peur. Mol Psychiatry 27, 4893–4904 (2022). https://doi.org/10.1038/s41380-022-01758-6

Télécharger la citation

Reçu : 17 décembre 2021

Révisé : 09 août 2022

Accepté : 18 août 2022

Publié: 21 septembre 2022

Date d'émission : décembre 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41380-022-01758-6

Toute personne avec qui vous partagez le lien suivant pourra lire ce contenu :

Désolé, aucun lien partageable n'est actuellement disponible pour cet article.

Fourni par l'initiative de partage de contenu Springer Nature SharedIt